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> Mal Wieder Anfängerfragen-pilzgrow, Methodik verbessern

post Sep 16 2015, 19:16
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Salvianaut
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Also ich hab die Fruchtungskammer nicht angebohrt.
Es ist kein wirklicher Deckel darauf sonder die Kiste ist mit Frischhaltefolie bespannt.
2-3x tgl. öffne ich das ganze, wedel Frischluft rein (teilw. am offenem Fenster) wische das Kondenswasser von den Wänden (um die Keimrate gering zu halten) und besprüh neu (immer mit abgekochtem Wasser, dieses ist keimämer und viele Härtebildner sind ausgefällt).
Damit kein sich bildendes Kondenswasser in die Casings tropfen kann steht die Box etwas geneigt, so kann das Wasser nach vorne abrinnen.

Bilder von Hefekontis liefere ich nach :-)
Meist weissliche Schlieren und der typische fiese süß-saure weinartige Geruch.
Wenns ganz arg ist bzw. ein älteres Glas bilden sich gern mal Blasen.
Kontis in Punktform weisen wohl ehr auf Schimmel oder Bakterien hin,
wobei Schimmel schnell in pilzartiger Weise wächst und Bakterien stärker abgegrenzt sind und (in den 1-2 Fällen die bei mir auftraten) sehr langsam wachsen.

Hefe-Kontis:

Original: http://i.imgur.com/PlcvNYZ.png

Original: http://i.imgur.com/zDdByqc.png

Original: http://i.imgur.com/e9XkBy6.png

Original: http://i.imgur.com/7cgeXXR.png

etwas älter, Petrie vom 29.08:

Original: http://i.imgur.com/0gmI3qP.jpg




Edit 20:16 Uhr :
So, da ich nirgendwo Teppich habe, wurde jetzt die gesamte Bude mal mit Klorix gewischt (1l -5%ig auf 5 l -kaltem- Wasser), der Duft hier stimmt schonmal auf die kommende Hallenbadsaison ein sad.gif .
Frage mich grade ob ich den DDKT nochmal anschalte, werd das aber wohl lassen, so gewaltig wird der Luftaustausch im Topf nicht sein, ausserdem sind die Petries in mehre Schichten (vorher befeuchtete) Alufolie gewickelt. Beim Öffnes des Topfes morgen Früh werd ich das Petriepäckchen mit Klorix pur einsprühen...

Der Beitrag wurde bearbeitet von Herr von Böde am Jun 15 2019, 11:11 Uhr.


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post Sep 16 2015, 21:52
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QUOTE(Herr von Böde @ Sep 16 2015, 19:16)
Beim Öffnes des Topfes morgen Früh werd ich das Petriepäckchen mit Klorix pur einsprühen...

Das würde ich nicht machen, denn Aluminium und Natriumhypochlorid reagieren miteinander.


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post Sep 17 2015, 07:12
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Wow, es sieht doch tatsächlich so aus als entwickeln sich aus den weissen Pünktchen Primordien, ist wohl einfach das fehlende Pigment des Strains das die so schimmelverdächtig aussehen lässt, die Menge überrascht aber auch, wird wohl unzählige Aborts geben:



Bild: http://i.imgur.com/40jhmLd.png

Bild: http://i.imgur.com/MOmbddC.png

Bild: http://i.imgur.com/CkfNfht.png

Bild: http://i.imgur.com/aYpEcp1.png




Edit 06:01 Uhr:

Die Aktion beginnt.
Mir fällt grade ein weiteres nicht unwesentliches Argument für nen Hepafilter auf:
Die nötige Zeit.
Es werden von einer Petrieschale mit selektiertem GT Myzel 4 Gläser und 4 Petries beimpft, das gleiche von einer Petrie mit selektiertem A+ Myzel.
Von 2 Petries mit unselektiertem PF-orig. Myzel sollen ebenfalls jeweils 4 Gläser und 4 Petries beimpft werden.
Da mit mehr als 4 Gläsern bzw. 8 Petries + den jeweiligen 2 Ausgangspetries nicht sinvoll in der Box gearbeitet werden kann, sind mehre Durchgänge mit Öffnen, erneutem Desinfizieren und 15-20 minütiger Einwirkzeit nötig.
Da ich sicherlich zwischendurch mal ne länge Pause mit Frischluft brauche wird der Vormittag dafür draufgehen...

Nur eine gut funktionierde Flümymethode wäre eine langfristige Alternative zum Filter, denke ich.

Edit 08:09 Uhr:

Hab mich entschieden jetzt erst mal zumindest die Ergebnisse der 8 Gt und A+ Petries abzuwarten bevor ich mit dem PF.orig. Myzel weitermache.
Hab grad auch schlicht keine Lust mehr ... dry.gif



Der Beitrag wurde bearbeitet von Herr von Böde am Sep 17 2015, 07:13 Uhr.


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post Sep 17 2015, 13:06
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QUOTE(Herr von Böde @ Sep 17 2015, 07:12)
Nur eine gut funktionierde Flümymethode wäre eine langfristige Alternative zum Filter, denke ich.

Um gut funktionierende Flüssigmycelien herzustellen, sind noch viel höhere Anforderungen an Sterilität nötig. Ich empfehle Gläser mit Mycelstücken aus Petris zu beimpfen.

Denn was du auf einer Petri sofort siehst und noch sauber überimpfen kannst oder einfach eine saubere Petri nehmen, das verteilt sich gleichmäßig in deiner ganzen Flasche Flüssigmycel.


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post Sep 17 2015, 15:18
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Die Überlegung ist halt das zum Beimpfen des Flüssignährmediums nur 1x annhäernd perfekte Bedingungen herrschen müssten und sämtliche Gläser die dann mit dem Flümy beimpft werden mit sehr wenig Aufwand einfach durch Impfports angesetzt werden könnten.

Trotzdem, ich verspreche: Weitere Experimente mit Flümy wirds erst mit Hepafilter geben. biggrin.gif

Der Beitrag wurde bearbeitet von Herr von Böde am Sep 17 2015, 15:20 Uhr.


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post Sep 17 2015, 19:30
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QUOTE(Herr von Böde @ Sep 13 2015, 19:18)
Hallo Dioxis,

Du wohnst wohl im OP ?
Vielleicht schaffen es sehr gebüte Hände entsprechend schnell zu arbeiten und damit Kontis beim Beimpfen ohne Glovebox oder Hepa vor Fremdkeimen zu schützen, ich hab immernoch hohe Kontiraten (immer Hefe soweit ich das beurteilen kan) wenn ich in der Glovebox beimpfe, egal ob mit 70-80%igem Ethanol oder mit Klorix desinfiziert wird.
Wie das mit einem Bunsenbrenner funktionieren soll ist mir überhaupt nicht klar, der schafft ja erst zusätzliche Luftverwirbelungen und ich glaube nicht das ich damit Erfolg haben könnte.

Da scheint mit das Arbeiten im Wasserdampf noch einleuchtender, weil der Dampf ein größeres (auch noch gut sichtbares)Volumen  einnehmen würde das Kontis fernhält.
Inkubatoren habe ich in ausreichender Menge und Größe (züchte auch noch Reptilien).

Mir gehts beim Hepa in erster Linie um die Bequemlichkeit, sobald werd ich mir aber wohl keinen zulegen.

Bin im Moment dabei Kontiqellen mittels Petries zu ermitteln, irgentwo ist nach wie vor der Wurm drin.

Morgen werd ich 9 Gläser mit bewachsenem Agar beimpfen und- wohl auf Kosten der Durchwachszeit,  dafür muss der Glasdeckel aber kürzer angehoben werden- nur mit einem Stück (etwa 1/3 8cm Petrie) impfen.
*




Steriles umfeld ist unnötig wenn man sich nicht mega anstellt oder anfängerfehler macht (nie mit dem Arm über Medien greifen u.a.)
Schnell arbeiten muss man auch nicht, beim aussparteln von Infektionsflüssigkeit stehen Agarplatten auch mal mehrere Minuten lang offen (natürlich nicht komplett, aber halt ca. 2cm angehoben).

Ich hab das so in der Ausbildung gelernt (von ordentlichen Doktoren der Biologie mit langjähriger Berufserfahrung, das hat schon Hand und Fuß), wir haben Agarplatten mit Vollmedium für Bakterien oder Pilze nie unter einer Sterilbank gegossen oder bearbeitet und die Ausfallquote war bei 100 Platten vieleicht 4.
Auser für Pflanzliche und Tierische zellkulturen war es schlicht unnötig.

Wir hatten zwar (unsterile aus ner zupfbox) Handschuhe an, haben damit aber auch zwischendrin alles mögliche andere angefasst, z.B. bei erkältung geschneuzt und dann hatt sich niemand vor dem weiteren Arbeiten die Handschuhe desinfiziert.
Beim Aufbereiten wie z.B. Plasmide isolieren haben wir auf handschuhe sogar ganz verzichtet.

Speziell gefilterte Luft oder so hatten wir auch nicht, wenn alle am Bunsenbrenner standen haben wir einfach die Fenster aufgemacht, weil es schnell ziemlich warm im Labor geworden ist.

Ein Kollege von mir züchtet psilos im etwas größeren masstab Zuhause (im Wohnzimmer) ausschließlich mit Bunsenbrenner und Desinfektionsmittel zum Arbeiten.
Ob Platten, Flüssigkulturen oder Säcke mit Roggen, die Kontaminationsrate ist vernachlässigbar.
Er hatt zwar eine Grovebox, aber die nutzt er nur für Sporenabdrücke.

Hab auch schon selbst für ein parr Trips welche mit dem Bunsenbrenner, DDT, H2O2, Sterilum und Bacillol zum sterilen arbeiten rangezogen.

Nährmedium in nem sauberen (nichtmal steril nur mit H2O2 kurz gespült) Becherglas auf dem Herd in der Küche angerührt und einfach unter der Bunsenbrennerflamme in saubere Einmalpetris gegossen.
Nach dem auskühlen, festwerden und autoklavieren habe ich es (ebenfalls unter der Flamme) mit etwas sporenlösung von besagtem Kollegen beimpft, das ganze Gründlich ausgespartelt und 0 von 5 Platten waren nach dem inkubieren in meinem Kleiderschrank kontaminiert.
Anschließend (wenn wunderts, wieder nur unterm Bunsenbrenner), mit einem Abgeflammten Skalpell (Einmalteile sind Geldverschwendung, wir haben die im Labor auch nur gewechselt, wenn sie stumpf waren) die vielversprechendsten Kolonien ausgeschnitten und in Boxen mit Roggen und Vermiculit überführt (zusammen im DDT sterilisiert, die boxen waren billigteile von Azarius und gebraucht, sind nichtmal Formstabil im DDT, aber solange der deckel dicht schließt kein Problem).
Von 3 Boxen auch kein einziger Ausfall (als Fruchtungskammer diente ein Standartbeutel mit luftfilterpatch, wie man sie zum anzüchten großer Mengen kultur auf Roggen u.a. benutzt.)


Alles Besteck wie Skalpelle und Impfösen erst in Spiritus tunken und dann abflammen, die Behältnisse und Medien im DDT gut Autoklavieren, nicht unbedingt auf die Platten husten, mit dem Finger drauf tatschen oder mit dem Ärmel drüber langen und schon kann man stressfrei, extrem billig und sicher arbeiten.


Früher dachte ich auch ich brauche mindestens eine Grovebox um auch nur annährend annehmbare Ergebnisse zu bekommen, mittlerweile halte ich es für unnötig und umständlich, solange man nicht im Industiemasstab züchten will.
Die Chance sich mit einer zusammengeschusterten Grovebox oder einem gegebenenfalls schlecht gelagertem billigen Hepafilter eine Konti zu holen halte ich für höher.

Kann natürlich sein, das ich und vorallem mein Kollege einfach abartig viel Glück haben, aber das halte ich für sehr weit hergeholt.

Ps: Probier mal deine Box mit 30% H2O2 sauber zu machen, sag dem Apotheker einfach du willst damit im Bad schimmel aus den fugen entfernen, bis jetzt hat es mir noch jeder verkauft.
Und bring dich nicht mit dem Chlorzeugs um blink.gif

Der Beitrag wurde bearbeitet von Dioxis am Sep 17 2015, 20:11 Uhr.
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post Sep 17 2015, 21:03
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Dioxis, ich glaub Dir das alles gern, nur ich hab teilw. schon Hefekontaminationen in sterilisierten Petries die niemals geöffnet wurden,
einfach nur nicht im DDKT auskühklen konnten.

Ich denke vieles hängt auch sehr von der Umgebungsluft ab, ich wohne in einem Altbau und habe offenbar eine hohe Belastung mit Hefen in der Raumluft.

Seltsam finde ich halt das es immer diese Hefen sind, im Vergleich mit Schimmel sollten die doch recht leicht zu killen sein. Schimmlige Petries hatte ich bisher vielleicht 1 oder 2, Substratgläser gar keins, 1nen verschimmelten Mikrofilterbeutel...

H2O2 habe ich tatsächlich noch nicht getestet, werde ich machen wenns jetzt wieder so große Probleme gibt.
Ich würd das online bestellen, um Apotheken mache ich nen Bogen...

ps. natürlich nicht zu veressen die verschimmelten Pf-Cakes die mit frischem Roggen zu Casings verarbeitet wurden- aber da liegt der Fehler ja auf der Hand...

Der Beitrag wurde bearbeitet von Herr von Böde am Sep 17 2015, 20:53 Uhr.
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post Sep 18 2015, 00:39
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QUOTE(Herr von Böde @ Sep 17 2015, 21:03)
Ich denke vieles hängt auch sehr von der Umgebungsluft ab, ich wohne in einem Altbau und habe offenbar eine hohe Belastung mit Hefen in der Raumluft.

wenn du endlich saubere Petris hast, kannst du das leicht testen wink.gif

In Alufolie eingewickelte und darin autoklavierte Petris haben bei mir eigentlich ganz gut gehalten. Dass Partikel durch die Ritzen gezogen werden, ist eigentlich nur bei häufigen Druckänderungen denkbar. Häufige stärkere Temperaturänderungen haben natürlich den gleichen Effekt. Ansonsten sollen die Ritzen nicht feucht sein, denn sonst könnte auch etwas durch wachsen.

30% H2O2 verwendet man auch in der Lebensmittelindustrie beim Abpacken . Dass es schneller geht, wird es dort sogar meistens heiß angewandt. Du darfst es halt nicht auf die Haut bringen und mit sprühen musst du sehr vorsichtig sein. Eingeatmetes Aerosol birgt die Gefahr eine Lungenödems.

Ansonsten eignet sich noch Tyvek als ganz hervorragende Sterilverpackung. Es ist kontidicht, wasserdicht, im Schnellkochtopf noch locker temperaturbeständig, kann geschweißt und geklebt werden, ist hoch dampf- und gasdurchlässig und ganz einfach in kleinen Mengen in Form von Tyvek-Briefumschlägen zu beschaffen. Darin hatte ich auch häufig Petris.


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Herr von Böde  post Sep 16 2015, 06:32

Ja, ich bin mir inzwischen klar das zumindest bei den Petries ein erheblich Teil der Kontis schon bei der Abkühlung ins Agar geraten (das spricht sicher schonmal für eine relativ hohe Hefebelastung in der Raumluft):  Zuletzt (8.9.) 15 Petries nach erreichen des Normaldrucks in Alufolie belassen in die Glovebox überführt und auskühlen gelassen.
Nach 24h 11 Petries beimpft, aus 3 Ausgangspetries.
Ausgangspetrie 1: 4 beimpft, 3 Ausfälle durch Hefen
Ausgangspetrie 2: 4 beimpft 2 Ausfälle (Hefen)
Ausgangspetrie 3: 3 beimpft 1 Ausfall (Hefen)
(Box wurde zwischen Ausgangspetrie 2&3 1x kurz geöffnet, erneut desinfiziert und 15 min gewartet) Alle Ausgangspetries sahen (und sehen noch heute, Löcher teilw. wieder überwachsen) klasse aus, was mich stutzig macht ist das es bei der letzten Ausgangspetrie die wenigsten Ausfälle gab. 

4 Petries wurden nach dem Impfvorgang der anderen unbeimpft herausgenommen und mit Frischhaltefolie umwickelt, in einen Inkubator bei 32 gestellt und gestern Abend gegen 22:00 Uhr ausgepackt, alle hatten Hefekontis.


Das war der Test smile.gif

Petries von gestern sehen bei konstant 28 Grad C. noch sauber aus, wenns morgen um die Zeit noch so ist sind die hefemäßig über den Berg...



Edit:
Man kann aus obigem Ergebniss wohl einfach schliessen, das die Kontis nicht beim Beimpfen ins Agar geraten, denn die unbeimpften Gläser vielen total aus wärend es bei den Beimpften immerhin die eine oder andere kontifreie Petrie gab.
Die Infektion muss wohl in der kurzen Zeit des Überführens der heissen Gläser in die Glovebox stattgefunden haben oder eben wärend des 24stündigen Abkühlens bzw. der Lagerung in derselben, darum blieben die Petries von gestern bis zuletzt im DDKT.
Muss aber dazu sagen das die Unbeimpften zusammen in Frischaltefolie gewickelt und nicht einzeln verschlossen wurden. Aber nach dem Umwickeln dürfte da keine große Luftbewegung mehr stattgefunden haben.
Die Petries standen die ganze Zeit wärend des Beimpfens der anderen Petries in der Glovebox noch original eingepackt in Alufolie, so wie sie aus dem Topf kamen.

Der Beitrag wurde bearbeitet von Herr von Böde am Sep 18 2015, 04:36 Uhr.


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post Sep 18 2015, 12:42
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Dann müsste die Lösung sein, wenn du Petris in einer Sterilverpackung aus Tyvek sterilisierst. Denn die Schnellkochtöpfe lassen auf jeden Fall Raumluft in Innere, sobald der Überdruck weg ist.

Wenn du Gelrite statt Agar nimmst, der wird einmal bei Gießen fest und ist dann mehrfach autoklavierbar ohne mehr zu schmelzen. Du kannst in diesem Fall die Petris heiß aus dem DDKT entnehmen. Hefen sollten eh nicht viel aushalten, eine einfache Pasteurisierung sollte da schon reichen. Bei z.B. 80°C kannst du sie mit einem Isolierhandschuh locker aus dem Wasserbad entnehmen. Viele Lebensmittel pasteurisiere ist gewöhnlich bei ca. 98° und entnehme die Gläser. Man muss aufpassen, dass man beim Öffnen des Deckels keine Dampfschwade abbekommt. Das Entnehmen geht prima mit einem Isolierhandschuh. Weil ich keinen wasserdichten habe, mache ich noch eine Plasiktüte dazwischen. Denn saugt er sich mit heißem Wasser voll oder man langt gar ins Wasserbad, dann wird es ziemlich heiß biggrin.gif

Der Beitrag wurde bearbeitet von hogie am Sep 18 2015, 14:55 Uhr.


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post Sep 18 2015, 18:20
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Ok, Tyvek hatte ich eh schon auf der Liste, wird auch mal getestet und mir nen Quatratmeterpreis von 1,40-E sicher kein rausgeworfenes Geld.

Die Petries sehen immer noch klasse aus, ich glaube fast Kontimässig passiert da nicht mehr viel. Teilw. wächst bereits Myzel vom Impfstück auf das Arar...
Werd demnächst aber wieder die empfohlen 25g Arar/1l benuten, hatte diesmal auf 20g reduziert und hab jetzt fast überall Restwasser (kein Kondenswasser) in den Gläsern.

Mal was hübsches, wer Langeweile hat darf Pins und junge FK zählen :



Bild: http://i.imgur.com/fZFY9mb.jpg

Bild: http://i.imgur.com/IP9AeXr.jpg
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post Sep 18 2015, 21:49
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QUOTE(Herr von Böde @ Sep 18 2015, 18:20)
Ok, Tyvek hatte ich eh schon auf der Liste, wird auch mal getestet und mir nen Quatratmeterpreis von 1,40-E sicher kein rausgeworfenes Geld.
Ich habe mal einen Packen DIN C4-Umschläge gekauft. Die sind bereits sehr stabil verweißt und für viele Zwecke ideal, weil sie ja als unzerreißbar gelten und man nicht erst mühsam eine Tüte daraus bauen muss.

QUOTE(Herr von Böde @ Sep 18 2015, 18:20)
Werd demnächst aber wieder die empfohlen 25g Arar/1l benuten, hatte diesmal auf 20g reduziert und hab jetzt fast überall Restwasser (kein Kondenswasser) in den Gläsern.
Ich weiß nicht, was du für Agar verwendest. Der streut unglaublich in der Bindekraft. Wenn du irgend welchen billigen Scheiss bei ebay kaufst, von dem brauchst du viel mehr als wenn du welchen für die Mikrobiologie kaufst. Letzeren brauchen wir nicht, müssen aber daran denken, dass wir viel mehr Agar nehmen, wenn wir Rezepte aus Laborhandbüchern verwenden.

Ich habe mal in meiner Doku nach geschaut, doch ca. 25g/l habe ich damals auch verwendet. Es war Agar aus dem Asialaden.


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post Sep 19 2015, 10:05
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Meins ist ausm Reformhaus, wird nicht das schlechteste sein für rund 6,-/50g.
Und wenn das jetzt mal besser klappt, sich herausstellt dass das Auskühlenlassen im DDKT schon ausreicht, sollte ich schon ne Weile auskommen mit 1-2l Arar.
Hab in den 8cm Petries immer 15 ml, mehr würd überkochen, weniger trocknet zu schnell ein.
9 Petries für 2 Ausgangsgläser mit PF.orig. Myzel sind grade von der Platte gestellt worden. Morgen Früh nochmal ein bissl Arbeit und dann mal abwarten, auch wie es sich in den Roggen/Hirse Gläseren entwickelt.
Hab die Gläser- und werd das auch morgen so machen- mit jeweils einem größeren bewachsenem Agarstück (1/8 einer Petrie) beimpft, mit der bewachsenen Seite nach unten einfach aufs Substrat gelegt, einfach der Geschwindigkeit wegen.
Wenn sich deutliches Wachstum zeigt wird mal geschüttelt.

Edit 08:52 Uhr:
So, nochmal 11 Substratgläser und 9 Petries fertig.
Werd den Inkubator jetzt mal 3 bange Tage unberührt lassen und dann entweder sehr froh oder ziemlich entteuscht sein unsure.gif

Petries von Vorgestern sehen nach wie vor gut aus, abgesehen vom freien Wasser.
Man sollte wirlich nicht zu viele Parameter pro Durchgang verändern wenn man sich an ein Ziel herantastet...
Aber das Myzel wächst bereits von allen Impfstücken auf das Agar, so das die Gläser kopfüber gedreht werden konnten.

Bild: http://i.imgur.com/Ty37TVS.jpg

Der Beitrag wurde bearbeitet von Herr von Böde am Sep 19 2015, 10:04 Uhr.
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post Sep 21 2015, 12:48
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Weils so schön ist biggrin.gif

AA+ Heimchendosencasing
Bild: http://i.imgur.com/iGl6i59.jpg

AA+ Quarkdosencasing 1
Bild: http://i.imgur.com/KtCChdx.jpg

AA+ Quarkdosencasing 2
Bild: http://i.imgur.com/WFSA1CD.jpg

AA+ Quarkdosencasing 3
Bild: http://i.imgur.com/y6MlzZJ.jpg

Bin überrascht das im "Heimchendosencasing" die Fks doch größer werden als gedacht, die eigendliche Substratschicht ist max. 1-1,5 cm dick.
Wird sich dann wohl an der Anzahl der Flushes bemerkbar machen.

Gibts eine Faustregel für die Dicke der Substratschicht (also für das Substrat aus den Gläsern, zwischen Perliteboden und Abdeckschicht) ?
Wie dünn darf sie sein bzw. ab welcher Dicke wird eine Vergrößerung sinnlos oder gar kontraproduktiv?
Möchte ehr auf 2l Schalen umsteigen, sind darauf vier 430 ml Substargläser ein vernünftiger Richtungswert (Gläser sind ja nie 100%ig voll)?

Die beiden GT-Casings zeigen auch die ersten Myzelverdichtungen, wenn ich nicht irre. Die sind auch weiss aber sehr viel weniger von der Anzahl. Fotos wenn die ersten Pins spriessen smile.gif


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post Sep 21 2015, 14:44
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Sieht super aus! Ich bekomme fast Lust, auch mal wieder ein Paar Wichtel zu growen. Vielleicht auch wieder den südlichen Schüppling. Die Getreideschicht empfehle ich nicht zu geizig zu machen. Denn das durchwachsene Getreide ist nahezu unkontaminierbar. Man kann auch einfach durchwachsene Gläser fruchten lassen. Allerdings ist das Getreideverschwendung, weil Pilze zu 90% aus Wasser bestehen. Deshalb ist das andere Optimum, wenn man Verluste durch Kontis außer Acht lässt, dass Wasser und Nährstoffe gemeinsam zur Neige gehen. Als Richtwert kannst du die Rezepturen der PF-Tek heran ziehen.



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